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专利名称：一种禾本植物胚性干细胞及其获取方法、规模化培养方法和应用

专利类型：发明专利

专利申请号：CN202411117550.1

专利申请（专利权）人：河南大学三亚研究院,河南大学,青岛言鼎细胞生物开云优惠体育网页版入口有限公司
权利人地址：海南省三亚市崖州区崖州湾开云优惠体育网页版入口城雅布伦产业园一号楼四楼402室

专利发明（设计）人：黄继红,肖乐义,刘元柱,周靖波,刘晓,肖晨亮,杨勤英,张腾业,张翠玲,米明仁,侯银臣,廖爱美,张大乐,田海龙

专利摘要：本发明属于植物学领域，涉及利用生物技术方法培养禾本植物胚性干细胞，特别是指一种禾本植物胚性干细胞及其获取方法、规模化培养方法和应用。本申请利用自己设计的培养基以及圆锥状3D支架，大大提高了胚性干细胞的产量，在相同的培养时间内，胚性干细胞3D培养，浓度明显高于胚性干细胞普通培养。还通过动物实验证明了植物胚性干细胞具有防止脂质氧化，增强抗氧化酶活性，使机体更好地维持氧化与抗氧化系统的平衡、增强耐力和降低易感性疲劳的效果。

主权利要求：
1.一种禾本植物胚性干细胞的获取方法，其特征在于，步骤为：
（1）禾本植物的幼穗经清洁、消毒后收集幼穗上的小穗，真空抽气后再进行避光冷处理，经甘露醇溶液浸泡后转入改良MS液体培养基中；
所述改良MS液体培养基中蔗糖含量为3wt%、IAA浓度为0.05wt%?1.0wt%；其中甘露醇溶液浸泡包括高浓度甘露醇溶液浸泡和低浓度甘露醇溶液浸泡；其中高浓度甘露醇溶液的体积浓度为30%、低浓度甘露醇溶液的体积浓度为0.5?1.5%；
（2）将经步骤（1）处理的小穗的分生组织剥离，立即转入硫代硫酸钠溶液中，取出后将分生组织切成薄片转移至改良MS液体培养基中，进行恒温避光振荡培养Ⅰ，所得培养液经二次过滤，得初代禾本植物胚性干细胞；所述改良MS液体培养基中含有浓度为1.0mg/L的两性霉素B、1.0%的双抗、1.0mg/L的2,4?D、1.0mg/L的NAA、30mg/L维生素B1、8.0mg/L维生素C和
5.0mg/L维生素E，其中双抗为抗青霉素和链霉素；
恒温避光振荡培养Ⅰ的转速80?120r/min、温度为20?25℃、时间为24?36h；
（3）将初代禾本植物胚性干细胞接种于改良MS液体培养基中，经恒温避光振荡培养Ⅱ，所得培养液经传代培养后，加入茉莉酸甲酯和吲哚丁酸进行避光诱导培养；茉莉酸甲酯的终浓度为80?120μM/L、吲哚丁酸的终浓度为20?40μM/L；恒温避光振荡培养Ⅱ的转速80?
120r/min、温度为20?25℃、时间为24?48h；所述改良MS液体培养基中含有浓度为1.0mg/L的两性霉素B、1.0%的双抗、1.0mg/L的2,4?D、1.0mg/L的NAA、30mg/L维生素B1、8.0mg/L维生素C和5.0mg/L维生素E，其中双抗为抗青霉素和链霉素；
（4）收集经步骤（3）诱导培养后的培养液，经离心、弃上清即得禾本植物胚性干细胞；
所述禾本植物为小麦。
2.根据权利要求1所述的禾本植物胚性干细胞的获取方法，其特征在于：所述步骤（1）中真空抽气的速率为0.5?1m?/h、时间为5?10min；避光冷处理的温度为5?10℃、时间为
12?24h。
3.根据权利要求2所述的禾本植物胚性干细胞的获取方法，其特征在于：所述步骤（2）中硫代硫酸钠溶液的浓度为1.0mol/L。
4.根据权利要求3所述的禾本植物胚性干细胞的获取方法，其特征在于：所述二次过滤分别采用二号筛和40μm细胞滤膜进行。
5.根据权利要求4所述的禾本植物胚性干细胞的获取方法，其特征在于：所述步骤（3）中初代禾本植物胚性干细胞的接种量为5?15gDW/L。
6.根据权利要求5所述的禾本植物胚性干细胞的获取方法，其特征在于：所述避光诱导培养的转速80?120r/min，温度为20?25℃、时间为24?48h。
7.一种规模化高密度制备禾本植物胚性干细胞的3D发酵培养方法，其特征在于，步骤为：
1）以透明质酸钠和水溶性壳聚糖为原料制备浆料，利用生物3D打印技术制备锥状3D支架；
2）将步骤1）的锥状3D支架置于3D发酵培养基中，接种禾本植物胚性干细胞后进行避光诱导培养；
3）步骤2）避光诱导培养后获得的培养液经离心、去上清即得禾本植物胚性干细胞；
所述步骤2）中禾本植物胚性干细胞为利用权利要求1?6任一项所述的方法获得的；
所述浆料中透明质酸钠的含量为28.0?33.0wt%，水溶性壳聚糖的含量为0.01?0.1wt%；
所述锥状3D支架的参数为：圆锥高600μm，底座直径200μm，圆锥尖0.1μm，圆锥身设有阶梯状的棱30?40个；锥状3D支架在3D发酵培养基中以400μm?600μm的间距整齐排列。
8.根据权利要求7所述的规模化高密度制备禾本植物胚性干细胞的3D发酵培养方法，其特征在于：所述步骤2）中3D发酵培养基为含有10.0?30.0mg/L维生素B1、6.0?8.0mg/L维生素C、4.0?5.0mg/L维生素E、1.0mg/L两性霉素B、1.0%双抗、1.0mg/L2,4?D、1.0mg/LNAA、表观遗传调节剂氯吡脲100PPM、SB59088515PPM和IWP220PPM的MS培养基，其中双抗为抗青霉素和链霉素。
9.根据权利要求8所述的规模化高密度制备禾本植物胚性干细胞的3D发酵培养方法，其特征在于：所述禾本植物胚性干细胞的接种量为1%。
10.根据权利要求9所述的规模化高密度制备禾本植物胚性干细胞的3D发酵培养方法，其特征在于：所述步骤3）中避光诱导培养的温度为20?25℃、时间为24?48h；离心的转速
2200r/min，时间10?20min。 说明书 : 一种禾本植物胚性干细胞及其获取方法、规模化培养方法和
应用技术领域[0001] 本发明属于植物学领域，涉及利用生物技术方法培养禾本植物胚性干细胞，特别是指一种禾本植物胚性干细胞及其获取方法、规模化培养方法和应用。背景技术[0002] 禾本科植物是植物界中的一个重要科，属于被子植物门，单子叶植物纲。这个科包含了大量的物种，是植物界经济价值最大的科之一。禾本科植物是防止水土流失的重要植被之一，广泛分布于世界各地，几乎遍布全世界，凡是能生长种子植物的地方都有禾本科植物生长。禾本科植物与人类关系极为密切，是人类粮食和饲养动物饲料的主要来源。包括重要的粮食作物如水稻、小麦、玉米、高粱、大麦、小米、燕麦、黑麦等，以及牧草、经济作物、生物燃料等。[0003] 小麦是禾本科、小麦属，为比较典型的禾本科植物，是人类粮食和牲畜饲料的主要来源，也是加工淀粉、制糖、酿酒、造纸、编织和建筑方面的重要原料。小麦胚芽中的蛋白质含量可以达34.5%以上，其中含有清蛋白(albumin)、球蛋白(globulin)、醇溶蛋白(gliadin)和麦谷蛋白(glutenin)等，而且含8种人体所需的必需氨基酸以及2种半必需氨基酸，这些氨基酸占氨基酸总量的35%左右，小麦胚芽生物活性肽是小麦胚芽蛋白酶解或发酵得到的小分子物质，而由于仅有少量的小麦胚芽存在于小麦中，获取较为困难，因而，有关小麦胚芽方面的研究并不是特别常见，实际应用并不广泛。[0004] 现在，对小麦干细胞方面的研究较少，即使有，也主要存在于关于愈伤组织的研究，例如公开号JP2017500882A的申请，公开了一种利用各种能诱导多能植物干细胞提取物、莽草酸、植物提取物来生产植物干细胞。[0005] 本课题组的研究方向是禾本科植物胚性干细胞，与愈伤组织相比具有诸多优势。愈伤组织细胞是由成体细胞经过脱分化而形成的具有分化能力的细胞，是体细胞对损伤的暂时响应，是一个临时获得刺激的细胞。经历脱分化的愈伤组织液泡化程度高，增加细胞的异质性，对振荡培养的剪切力敏感，经多次分裂后容易产生DNA甲基化以及转座子被激活等变异现象，导致培养过程不稳定，天然产物的产量、性质不稳定等缺点。[0006] 针对禾本科植物胚芽产量较少、获取较为困难的问题，如果可以采用植物胚性干细胞获取技术，在特定的培养基条件下对禾本科植物胚性干细胞进行培养，并进行一定的诱导，使其能够产生所需的部分营养物质，将具有较为深远的意义。发明内容[0007] 为解决上述技术问题，本发明提出一种禾本植物胚性干细胞及其获取方法、规模化培养方法和应用。[0008] 本发明的技术方案是这样实现的：[0009] 一方面本申请提供了一种禾本植物胚性干细胞的获取方法，步骤为：[0010] （1）禾本植物的幼穗经清洁、消毒后收集幼穗上的小穗，真空抽气后再进行避光冷处理，经甘露醇溶液浸泡后转入改良MS液体培养基中；[0011] （2）将经步骤（1）处理的小穗的分生组织剥离，立即转入硫代硫酸钠溶液中，取出后将分生组织切成薄片转移至改良MS液体培养基中，进行恒温避光振荡培养Ⅰ，所得培养液经二次过滤，得初代禾本植物胚性干细胞；[0012] （3）将初代禾本植物胚性干细胞接种于改良MS液体培养基中，经恒温避光振荡培养Ⅱ，所得培养液经传代培养后，加入茉莉酸甲酯和吲哚丁酸进行避光诱导培养；[0013] （4）收集经步骤（3）诱导培养后的培养液，经离心、弃上清即得禾本植物胚性干细胞。[0014] 以小麦为例对上述步骤进行具体描述：[0015] （1）清洁：将小麦的幼穗（5?10cm）用流水清洗2?5min，并用软毛刷轻轻刷洗，将幼穗附带的泥土等附着物刷洗干净，用纯净水冲洗3?5次，将小麦的幼穗放入无菌的容器中。[0016] （2）前处理：在生物安全柜中将清洁后的小麦幼穗用体积分数75%的乙醇浸泡消毒30?60s，再用含有0.1wt%?1.0wt%次氯酸钠的消毒剂浸泡消毒10?20min，消毒结束后，弃去消毒液，然后用无菌水对植株清洗4?7次。用手术刀片切下含有胚性干细胞小麦幼穗上的小穗，然后用真空抽气法将其处理5?10min，以便增加植物组织与处理液之间的接触面积，提高了后续用不同浓度甘露醇溶液对小穗进行处理的效率。然后将小穗在5?10℃的避光环境中冷处理12?24h，短时间的冷处理会在不影响胚性干细胞活性的条件下适当降低小穗其他组织细胞的活性，以便后续小麦胚性干细胞进行分离操作。利用小穗各组织细胞渗透压不同的原理，分别使用不同体积浓度（0.5%?30.0%）的甘露醇溶液浸泡处理，然后用无菌滤纸将小穗表面甘露醇溶液吸干，再将整小穗转移到含有3.0%wt蔗糖、0.05wt%?1.0wt%IAA的MS培养基中。[0017] （3）获取胚性干细胞：在不同浓度的甘露醇溶液中，小麦小穗各组织的细胞有不同的表现。根据此原理，在生物安全柜中，用手术刀片将小穗处的分生组织剥离，立即转移到1mol/L的硫代硫酸钠溶液（抗氧化）中。将小穗分生组织全部剥离后，将其从硫代硫酸钠抗氧化液中取出，用手术刀切成尽量小的薄片，然后转移到装有约300mL改良MS液体培养基的1000mL三角瓶中进行培养，用组培封口膜对三角瓶进行封口，将三角瓶置于立式恒温振荡器中，转速80?120r/min，温度为20?25℃，避光，进行摇床培养，培养时间为24?36h。培养结束后，在生物安全柜中，使用二号筛对培养液进行过滤，除去较大的茎尖组织碎片，然后使用40um的细胞滤膜对滤液进行二次过滤，即可获得某种禾本科植物的胚性干细胞。[0018] 改良MS液体培养基，以MS培养基为基础培养基，还含有下述成分：[0019] 维生素：10.0?30.0mg/L维生素B1+6.0?8.0mg/L维生素C+4.0?5.0mg/L维生素E；[0020] 抗生素和生长素：1.0mg/L两性霉素B+1.0%双抗（10000U/ml青霉素与10mg/ml链霉素）+1.0mg/L2,4?D+1.0mg/LNAA；[0021] （4）扩大培养：将二次过滤得到的胚性干细胞接种到装有约300mL改良MS液体培养基的1000mL三角瓶中进行培养，接种量为5?15gDW/L。封口后将三角瓶置于立式恒温振荡器中，转速80?120r/min，温度为20?25℃，避光，进行摇床培养，待培养24?48h后，将含有胚性干细胞的培养基从1个三角瓶均匀的转移到3个1000mL三角瓶中，进行传代培养，向其中补充200mL改良MS液体培养基。传代培养24?48h后，在生物安全柜中，向扩大培养后的三角瓶中分别加入茉莉酸甲酯和吲哚丁酸，使其终浓度分别为80?120μM/L和20?40μM/L，封口后将三角瓶置于立式恒温振荡器中，转速80?120r/min，温度为20?25°C，避光，进行诱导培养。[0022] （5）诱导培养24?48h后，在生物安全柜中，将小麦胚性干细胞的培养基倒入离心瓶中，配平后置于离心机中，转速2200r/min，离心10?20min，离心结束后，弃掉上清液，即得到小麦胚性干细胞。[0023] 另一方面，本申请还提供了一种适宜工厂化推广的，一种规模化高密度制备禾本植物胚性干细胞的3D发酵培养方法，步骤为：[0024] 1）以透明质酸钠和壳聚糖为原料制备浆料，利用生物3D打印技术制备锥状3D支架；浆料中透明质酸钠的含量为28.0?33.0wt%，水溶性壳聚糖的含量为0.01?0.1wt%；[0025] 2）将步骤1）的锥状3D支架置于3D发酵培养基中，接种禾本植物胚性干细胞后进行避光诱导培养；[0026] 3）步骤2）避光诱导培养后获得的培养液经离心、去上清即得禾本植物胚性干细胞。[0027] 具体的以小麦为例，对上述步骤进行具体描述：[0028] 1）以透明质酸钠和壳聚糖为原料制备浆料，使用生物3D打印技术，需要事先设计并打印出圆锥状支架的结构（透明质酸钠和壳聚糖，如图1），为了增加比表面积实现高密度培养，圆锥身设计有阶梯状，比表面增大，细胞存在的空间增大，因此培养密度增大，与培养液中表观遗传调节剂氯吡脲（100PPM）和细胞信号传导抑制剂（SB590885和IWP2分别是15PPM和20PPM）接触面增大，以确保细胞能够正确定位和生长。[0029] 2）把圆锥状3D支架放入细胞工厂多层细胞培养器中，加入3D发酵培养基，臭氧灭菌机（浓度在4?10ppm），时间为20分钟，随后加小麦胚性干细胞培养，温度为20?25℃，避光，进行诱导培养24?48h后，将小麦胚性干细胞的培养基移入离心瓶中，配平后置于离心机中，转速2200r/min，离心10?20min，离心结束后，弃掉上清液，即得到小麦胚性干细胞。[0030] 3D发酵培养基以MS培养基为基础培养基，还包括以下成分：[0031] 维生素：10.0?30.0mg/L维生素B1+6.0?8.0mg/L维生素C+4.0?5.0mg/L维生素E；[0032] 抗生素和生长素：1.0mg/L两性霉素B+1.0%双抗（10000U/ml青霉素与10mg/ml链霉素）+1.0mg/L2,4D+1.0mg/LNAA。[0033] 本发明具有以下有益效果：[0034] 本申请提供了两种培养胚性干细胞的方法，利用自己设计的培养基以及圆锥状3D支架，大大提高了胚性干细胞的产量，在相同的培养时间内，胚性干细胞3D培养，浓度明显高于胚性干细胞普通培养。还通过动物实验证明了植物胚性干细胞具有防止脂质氧化，增强抗氧化酶活性，使机体更好地维持氧化与抗氧化系统的平衡、增强耐力和降低易感性疲劳的效果。附图说明[0035] 为了更清楚地说明本发明实施例或现有技术中的技术方案，下面将对实施例或现有技术描述中所需要使用的附图作简单地介绍，显而易见地，下面描述中的附图仅仅是本发明的一些实施例，对于本领域普通技术人员来讲，在不付出创造性劳动的前提下，还可以根据这些附图获得其他的附图。[0036] 图1为圆锥状3D支架；其中a为150×扫描电镜（SEM）图像、b为500×扫描电镜（SEM）图像、c为含荧光素标记的3D圆锥状支架的荧光显微图。[0037] 图2实施例1为胚性干细胞普通培养后纵切面荧光显微照；其中a为培养15小时、b为培养30h、c为培养45h、d为培养48h。[0038] 图3为实施例4胚性干细胞3D培养后纵切面荧光显微照；其中a为培养15小时、b为培养30h、c为培养45h、d为培养48h。[0039] 图4为荧光显微镜下小麦胚性干细胞形态观察；其中a为实施例1、b为实施例2、c为实施例3。[0040] 图5为WESC对小鼠游泳急性力竭至死时间的影响。[0041] 图6为WESC对小鼠的慢性负重力竭游泳时间的影响。具体实施方式[0042] 下面将结合本发明实施例，对本发明的技术方案进行清楚、完整地描述，显然，所描述的实施例仅仅是本发明一部分实施例，而不是全部的实施例。基于本发明中的实施例，本领域普通技术人员在没有付出创造性劳动前提下所获得的所有其他实施例，都属于本发明保护的范围。[0043] 下述实验例中所使用的试验方法如无特殊说明，均为常规方法；所使用的材料、试剂等，如无特殊说明，为可从商业途径得到的试剂和材料。[0044] 本申请提供了一种禾本植物胚性干细胞的获取方法，步骤为：[0045] （1）禾本植物的幼穗经清洁、消毒后收集幼穗上的小穗，真空抽气后再进行避光冷处理，经甘露醇溶液浸泡后转入改良MS液体培养基中；[0046] （2）将经步骤（1）处理的小穗的分生组织剥离，立即转入硫代硫酸钠溶液中，取出后将分生组织切成薄片转移至改良MS液体培养基中，进行恒温避光振荡培养Ⅰ，所得培养液经二次过滤，得初代禾本植物胚性干细胞；[0047] （3）将初代禾本植物胚性干细胞接种于改良MS液体培养基中，经恒温避光振荡培养Ⅱ，所得培养液经传代培养后，加入茉莉酸甲酯和吲哚丁酸进行避光诱导培养；[0048] （4）收集经步骤（3）诱导培养后的培养液，经离心、弃上清即得禾本植物胚性干细胞。[0049] 本申请还提供了一种适宜工厂化推广的规模化高密度制备禾本植物胚性干细胞的3D发酵培养方法，步骤为：[0050] 1）以透明质酸钠和壳聚糖为原料制备浆料，利用生物3D打印技术制备锥状3D支架；[0051] 2）将步骤1）的锥状3D支架置于3D发酵培养基中，接种禾本植物胚性干细胞后进行避光诱导培养；[0052] 3）步骤2）避光诱导培养后获得的培养液经离心、去上清即得禾本植物胚性干细胞。[0053] 下面以小麦代表禾本植物，对上述方法的可行性进行具体说明：[0054] 实施例1[0055] 本实施例的小麦胚性干细胞的获取方法，步骤为：[0056] （1）清洁：将清晨采集的抽穗期小麦幼穗用流水清洗2min，并用软毛刷轻轻刷洗，将小麦幼穗附带的泥土等附着物刷洗干净，用纯净水冲洗3次，将小麦幼穗放入干净的烧杯中。[0057] （2）前处理：在生物安全柜中将清洁后的小麦幼穗用体积分数75%的乙醇浸泡消毒30s，再用含有0.1%wt次氯酸钠的消毒剂浸泡消毒10min，消毒结束后，弃去消毒液，然后用无菌水对小麦幼穗清洗4次。用手术刀片切下含有胚性干细胞的小麦小穗并用解剖针剥离，然后用真空抽气法将其处理5min，以便增加植物组织与处理液之间的接触面积，提高了后续用不同浓度甘露醇溶液对小穗进行处理的效率。然后将小麦小穗在5℃的避光环境中冷处理12h，短时间的冷处理会在不影响小麦小穗胚性干细胞活性的条件下适当降低小穗其他组织细胞的活性，以便后续对小麦幼穗胚性干细胞进行分离操作。用体积分数20.0%甘露醇溶液在室温的条件下非避光对小麦小穗进行处理，24h后倒掉甘露醇溶液，用无菌滤纸利用虹吸原理将小穗部分清理干净，将整个小麦小穗部分转移到体积分数为1.5%的甘露醇溶液中浸泡处理10min，最后将其转移到蔗糖含量为3%wt、IAA浓度为0.05%wt的MS培养基中。[0058] （3）获取胚性干细胞：在不同浓度的甘露醇溶液中，小麦幼穗各组织的细胞有不同的表现。根据此原理，在生物安全柜中，用手术刀片将小麦小穗分生组织剥离，立即转移到1.0mol/L的硫代硫酸钠抗氧化液中。将小麦小穗分生组织全部剥离后，将其从硫代硫酸钠抗氧化液中取出，用手术刀切成尽量小的薄片，然后转移到装有约300mL液体小麦胚性干细胞生长培养基的1000mL三角瓶中进行培养，所述培养基成分为MS培养基，添加终浓度为1.0mg/L的两性霉素B、1.0%的双抗（10000U/ml青霉素与10mg/ml链霉素）、1.0mg/L的2,4D、1.0mg/L的NAA和维生素成分，其中维生素成分为10mg/L维生素B1、6.0mg/L维生素C和4.0mg/L维生素E。将三角瓶置于立式恒温振荡器中，转速80r/min，温度为20℃，进行摇床培养，培养时间为24h。培养结束后，在生物安全柜中，使用二号筛对培养液进行过滤，除去较大的茎尖组织碎片，然后使用40um的细胞滤膜对滤液进行二次过滤，即可获得小麦胚性干细胞。[0059] （4）扩大培养：将二次过滤得到的胚性干细胞接种到装有300mL小麦胚性干细胞生长培养基的1000mL三角瓶中进行培养，所述培养基具体成分与初次培养小麦胚性干细胞所用培养基相同，接种量为5gDW/L。将三角瓶置于立式恒温振荡器中，转速80r/min，温度为20℃，进行摇床培养，待培养24h后，将含有小麦幼穗胚性干细胞的培养基从1个三角瓶均匀的转移到3个1000mL三角瓶中，进行传代培养，向其中补充200mL相同成分的培养基。[0060] （5）鉴定胚性干细胞[0061] 先将胚性干细胞进行离心，去掉上清液，加入pH7.2的磷酸盐缓冲溶液，摇匀，之后取10uL的植物干细胞在载玻片上涂抹均匀。向载玻片上的胚性干细胞中滴加0.01%的吖啶橙染液4滴，使其能够完全覆盖胚性干细胞，在室温下进行避光染色5min。染色结束后，用流水轻轻沿着染色液的边缘，进行冲洗，冲洗干净后，用滤纸将边缘的水分吸干，盖上盖玻片，立即在荧光显微镜下进行观察。视野中有大量近圆形植物细胞，且细胞内有多个被染色为明亮的绿色荧光的小液泡，符合胚性干细胞特点，可以鉴定为小麦胚性干细胞（见图4中的a）。[0062] 实施例2[0063] 本实施例的小麦胚性干细胞的获取方法，步骤为：[0064] （1）清洁：将清晨采集的抽穗期小麦幼穗用流水清洗5min，并用软毛刷轻轻刷洗，将小麦幼穗附带的泥土等附着物刷洗干净，用纯净水冲洗5次，将小麦幼穗放入干净的烧杯中。[0065] （2）前处理：在生物安全柜中将清洁后的小麦幼穗用75%的乙醇浸泡消毒60s，再用含有1.0%次氯酸钠的消毒剂浸泡消毒20min，消毒结束后，弃去消毒液，然后用无菌水对小麦幼穗清洗7次。用手术刀片切下含有胚性干细胞的小麦小穗并用解剖针剥离，然后用真空抽气法将其处理10min，以便增加植物组织与处理液之间的接触面积，提高了后续用不同浓度甘露醇溶液对小穗进行处理的效率。然后将小麦小穗在10℃的避光环境中冷处理24h，短时间的冷处理会在不影响小麦小穗胚性干细胞活性的条件下适当降低小穗其他组织细胞的活性，以便后续对小麦幼穗胚性干细胞进行分离操作。用30.0%甘露醇溶液在室温的条件下非避光对小麦小穗进行处理，24h后倒掉甘露醇溶液，用无菌滤纸利用虹吸原理将小穗部分清理干净，将整个小麦小穗部分转移到体积分数0.5%的甘露醇溶液中浸泡处理10min，最后将其转移到蔗糖含量为3%wt、IAA浓度为1.0%wt的改良MS液体培养基中。[0066] （3）获取胚性干细胞：在不同浓度的甘露醇溶液中，小麦幼穗各组织的细胞有不同的表现。根据此原理，在生物安全柜中，用手术刀片将小麦小穗分生组织剥离，立即转移到1.0mol/L的硫代硫酸钠抗氧化液中。将小麦小穗分生组织全部剥离后，将其从硫代硫酸钠抗氧化液中取出，用手术刀切成尽量小的薄片，然后转移到装有约300mL液体小麦胚性干细胞生长培养基的1000mL三角瓶中进行培养，所述培养基成分为MS培养基，添加终浓度为1.0mg/L的两性霉素B、1.0%的双抗（10000U/ml青霉素与10mg/ml链霉素）、1.0mg/L的2,4D、1.0mg/L的NAA和维生素成分，其中维生素成分为30mg/L维生素B1、8.0mg/L维生素C和5.0mg/L维生素E。将三角瓶置于立式恒温振荡器中，转速120r/min，温度为25℃，进行摇床培养，培养时间为36h。培养结束后，在生物安全柜中，使用二号筛对培养液进行过滤，除去较大的茎尖组织碎片，然后使用40um的细胞滤膜对滤液进行二次过滤，即可获得小麦胚性干细胞。[0067] （4）扩大培养：将二次过滤得到的胚性干细胞接种到装有300mL小麦胚性干细胞生长培养基的1000mL三角瓶中进行培养，所述培养基具体成分与初次培养小麦胚性干细胞所用培养基相同，接种量为15gDW/L。将三角瓶置于立式恒温振荡器中，转速120r/min，温度为25℃，进行摇床培养，待培养48h后，将含有小麦幼穗胚性干细胞的培养基从1个三角瓶均匀的转移到3个1000mL三角瓶中，进行传代培养，向其中补充200mL相同成分的培养基。[0068] （5）鉴定胚性干细胞[0069] 先将胚性干细胞进行离心，去掉上清液，加入pH7.2的磷酸盐缓冲溶液，摇匀，之后取10uL的植物干细胞在载玻片上涂抹均匀。向载玻片上的胚性干细胞中滴加0.01%的吖啶橙染液4滴，使其能够完全覆盖胚性干细胞，在室温下进行避光染色10min。染色结束后，用流水轻轻沿着染色液的边缘，进行冲洗，冲洗干净后，用滤纸将边缘的水分吸干，盖上盖玻片，立即在荧光显微镜下进行观察。视野中有大量近圆形植物细胞，且细胞内有多个被染色为明亮的绿色荧光的小液泡，符合胚性干细胞特点，可以鉴定为小麦胚性干细胞（见图4中的b）。[0070] （6）诱导培养[0071] 传代培养48h后，在生物安全柜中，向扩大培养后的每个三角瓶中分别加入终浓度分别为120μM/L的茉莉酸甲酯和40μM/L的吲哚丁酸，封口后将三角瓶置于立式恒温振荡器中，转速120r/min，温度为25℃，避光，进行诱导培养。[0072] （7）收集并称量胚性干细胞：诱导培养48h后，在生物安全柜中，将含有小麦幼穗胚性干细胞的培养基倒入离心瓶中，配平后置于离心机中，转速2200r/min，离心20min，离心结束后，弃掉上清液，即得到小麦的胚性干细胞。将收集的小麦胚性细胞置于40℃烘箱烘干至恒重，用天平称重并减去离心管重量即得细胞干重。[0073] 实施例3[0074] 本实施例的小麦胚性干细胞的获取方法，步骤为：[0075] （1）清洁：将清晨采集的抽穗期小麦幼穗用流水清洗3min，并用软毛刷轻轻刷洗，将小麦幼穗附带的泥土等附着物刷洗干净，用纯净水冲洗4次，将小麦幼穗放入干净的烧杯中。[0076] （2）前处理：在生物安全柜中将清洁后的小麦幼穗用75%的乙醇浸泡消毒50s，再用含有0.5%wt次氯酸钠的消毒剂浸泡消毒15min，消毒结束后，弃去消毒液，然后用无菌水对小麦幼穗清洗6次。用手术刀片切下含有胚性干细胞的小麦小穗并用解剖针剥离，然后用真空抽气法将其处理8min，以便增加植物组织与处理液之间的接触面积，提高了后续用不同浓度甘露醇溶液对小穗进行处理的效率。然后将小麦小穗在8℃的避光环境中冷处理18h，短时间的冷处理会在不影响小麦小穗胚性干细胞活性的条件下适当降低小穗其他组织细胞的活性，以便后续对小麦幼穗胚性干细胞进行分离操作。用体积分数30.0%甘露醇溶液在室温的条件下非避光对小麦小穗进行处理，24h后倒掉甘露醇溶液，用无菌滤纸利用虹吸原理将小穗部分清理干净，将整个小麦小穗部分转移到1.0%的甘露醇溶液中浸泡处理10min，最后将其转移到蔗糖含量为3%wt、IAA浓度为0.5%wt的MS培养基中。[0077] （3）获取胚性干细胞：在不同浓度的甘露醇溶液中，小麦幼穗各组织的细胞有不同的表现。根据此原理，在生物安全柜中，用手术刀片将小麦小穗分生组织剥离，立即转移到1.0mol/L的硫代硫酸钠抗氧化液中。将小麦小穗分生组织全部剥离后，将其从硫代硫酸钠抗氧化液中取出，用手术刀切成尽量小的薄片，然后转移到装有约300mL液体小麦胚性干细胞生长培养基的1000mL三角瓶中进行培养，所述培养基成分为MS培养基，添加终浓度为1.0mg/L的两性霉素B、1.0%的双抗、1.0mg/L的2,4D、1.0mg/L的NAA和维生素成分，其中维生素成分为20mg/L维生素B1、7.0mg/L维生素C和5.0mg/L维生素E。将三角瓶置于立式恒温振荡器中，转速100r/min，温度为22℃，进行摇床培养，培养时间为30h。培养结束后，在生物安全柜中，使用二号筛对培养液进行过滤，除去较大的茎尖组织碎片，然后使用40um的细胞滤膜对滤液进行二次过滤，即可获得小麦胚性干细胞。[0078] （4）扩大培养：将二次过滤得到的胚性干细胞接种到装有300mL小麦胚性干细胞生长培养基的1000mL三角瓶中进行培养，所述培养基具体成分与初次培养小麦胚性干细胞所用培养基相同，接种量为10gDW/L。将三角瓶置于立式恒温振荡器中，转速100r/min，温度为22℃，进行摇床培养，待培养36h后，将含有小麦幼穗胚性干细胞的培养基从1个三角瓶均匀的转移到3个1000mL三角瓶中，进行传代培养，向其中补充200mL相同成分的培养基。[0079] （5）鉴定胚性干细胞[0080] 先将胚性干细胞进行离心，去掉上清液，加入pH7.2的磷酸盐缓冲溶液，摇匀，之后取10uL的植物干细胞在载玻片上涂抹均匀。向载玻片上的胚性干细胞中滴加0.01%的吖啶橙染液4滴，使其能够完全覆盖胚性干细胞，在室温下进行避光染色8min。染色结束后，用流水轻轻沿着染色液的边缘，进行冲洗，冲洗干净后，用滤纸将边缘的水分吸干，盖上盖玻片，立即在荧光显微镜下进行观察。视野中有大量近圆形植物细胞，且细胞内有多个被染色为明亮的绿色荧光的小液泡，符合胚性干细胞特点，可以鉴定为小麦胚性干细胞（见图4中的c）。[0081] （6）诱导培养[0082] 传代培养36h后，在生物安全柜中，向扩大培养后的每个三角瓶中分别加入终浓度分别为100μM/L的茉莉酸甲酯和30μM/L的吲哚丁酸，封口后将三角瓶置于立式恒温振荡器中，转速100r/min，温度为22℃，避光，进行诱导培养。[0083] （8）收集并称量胚性干细胞：诱导培养36h后，在生物安全柜中，将含有小麦幼穗胚性干细胞的培养基倒入离心瓶中，配平后置于离心机中，转速2200r/min，离心15min，离心结束后，弃掉上清液，即得到小麦的胚性干细胞。将收集的小麦胚性细胞置于40℃烘箱烘干至恒重，用天平称重并减去离心管重量即得细胞干重。[0084] 实施例4[0085] 一种规模化高密度制备禾本植物胚性干细胞的3D发酵培养方法，步骤为：[0086] 1）设计圆锥状3D支架：具体参数为：圆锥高600μm，底座直径200μm，圆锥尖0.1μm，圆锥表面积公式为：S=πr?+πrL；其中r为半径（100μm），L为圆锥的母线长：；[0087] 圆锥侧面积：S侧面积=19πr2=3630816.78μm2；[0088] 圆锥表面积：S表面积=3662232.71μm2。[0089] 为了增加比表面积实现高密度培养，圆锥身设计有阶梯状，底面积不变，阶梯状的棱38圈，侧面积扩大38÷2倍即19倍，比表面增大，细胞存在的空间增大，因此培养密度增大。[0090] 2）麦胚干细胞3D培养生长基质体系中的生长基质制备：以透明质酸钠和壳聚糖为原料、水为溶剂制备浆料，浆料中透明质酸钠的含量为28.0%?33.0%wt，水溶性壳聚糖的含量为0.01?0.1%wt；[0091] 使用生物3D打印技术，打印出圆锥状支架的结构（如图1），与3D发酵培养液中表观遗传调节剂（100PPM）和细胞信号传导抑制剂（SB590885和IWP2分别是15PPM和20PPM）接触面增大，以确保细胞能够正确定位和生长。[0092] 3）胚性干细胞规模化高密度发酵培养：把圆锥状3D支架放入细胞工厂多层细胞培养器中，加入3D发酵培养基，臭氧浓度在4?10ppm，时间为20分钟，随后加小麦胚性干细胞（接种量为1%）培养，温度为20?25°C，避光，进行诱导培养24?48h后，将小麦胚性干细胞的培养基移入离心瓶中，配平后置于离心机中，转速2200r/min，离心10?20min，离心结束后，弃掉上清液，即得到小麦胚性干细胞。将收集的小麦胚性干细胞置于40℃烘箱烘干至恒重，用天平称重并减去离心管重量即得细胞干重，得到培养基质量10%的干细胞。[0093] 3D发酵培养基以MS培养基为基础培养基，还包括以下成分：[0094] 维生素：10.0?30.0mg/L维生素B1+6.0?8.0mg/L维生素C+4.0?5.0mg/L维生素E；[0095] 抗生素和生长素：1.0mg/L两性霉素B+1.0%双抗（10000U/ml青霉素与10mg/ml链霉素）+1.0mg/L2,4D+1.0mg/LNAA；[0096] 委托郑州联谊生物开云优惠体育网页版入口有限公司对3D圆锥状支架进行FITC（荧光偶联试剂）标记，荧光显微照片如图1中的c所示。[0097] 图3为胚性干细胞3D培养后纵切面荧光显微照；其中a为培养15小时、b为培养30h、c为培养45h、d为培养48h。对比图2采用普通培养方法获得的胚性干细胞，可知在相同的培养时间内，胚性干细胞3D培养，荧光密度明显高于胚性干细胞普通培养。荧光密度反映了荧光物质的相对浓度和荧光效率，是荧光光谱分析中常用的一个指标。在荧光光谱分析中，平均荧光相对密度越大，说明荧光物质在特定条件下的荧光效率越高，浓度也越高。因此，胚性干细胞3D培养显著由于普通培养。[0098] 应用例1：小麦胚性干细胞的应用[0099] 利用实施例1中得到的含有小麦胚芽生物活性肽的小麦胚性干细胞，与燕麦粉、黑芝麻粉、黄豆粉、莲子粉进行混合，得到一种新的组合物，其中小麦胚性干细胞粉的量为40%、燕麦粉的量为20%、黑芝麻粉的量为20%、黄豆粉的量为10%、莲子粉的量为10%。[0100] 按照上述的组合方式组成一种杂粮代餐粉，加入少量的水，拌成匀浆，进行相关的动物实验。[0101] 购买12周龄的雄性原发性高血压大鼠（spontaneouslyhypertensiverats，SHR）24只，体重为（260±20）g，自由采食饮水，在（23±1）℃和相对湿度为（60±5）%的条件下预饲养1周，适应环境后进行实验。[0102] 将24只SHR大鼠按基础血压随机分为3组即空白对照组（10g/kg普通饲料）[0103] 阳性对照组(卡托普利25mg/kg)，实验组（10g/kg组合物），各组每日给予相应的药物或饲料进行灌胃，每周称量体重1次，并且依据体重调整给药量。实验期间各组均饲以普通饲料，并自由饮水，给药时间为6周，在第3周及第6周使用BP?6动物无创血压测试系统测量大鼠尾动脉收缩压、舒张压。测定前，将SHR固定于鼠网保温套中39℃恒温预热，使尾动脉扩张，血流畅通，实验过程中连续测定3次，取平均数，记录有效数据。[0104] 表1小麦胚性干细胞组合物对各组大鼠不同时间收缩压的变化( ，n=8)[0105][0106] 与空白对照组比较，▲p＜0.05 ,▲▲p＜0.01；[0107] 表2 小麦胚性干细胞组合物对各组大鼠不同时间舒张压的变化( ，n=8)[0108][0109] 与空白对照组比较，▲p＜0.05 ,▲▲p＜0.01；[0110] 由表1可知，胚性干细胞组合物干预前后不同时间的收缩压与空白组相比，干预3▲ ▲▲周后，收缩压降低变化显著（），干预6周后，收缩压降低变化更显著（ ），阴性对照是药物干预干预3周和6周后，效果更显著。说明小麦胚性干细胞的组合物有降血压的作用。[0111] 由表2可知 给胚性干细胞组合物干预前后不同时间的舒张压与空白组相比，干预▲ ▲▲3周后，舒张压降低变化显著（），干预6周后，舒张压降低变化更显著（ ），阴性对照是药物干预3周和6周后，效果显著，两者的舒张压降低有接近的趋势。说明小麦胚性干细胞的组合物有降血压的作用。[0112] 应用例2[0113] 利用实施例1中得到的含有小麦胚芽生物活性肽的小麦胚性干细胞，与人参粉、咖啡粉、葡萄糖、牛磺酸、脱脂奶粉、植脂末、维生素C等混合均匀后，进行调配，然后按照过滤、均质、杀菌、灌装、二次杀菌、冷却、吹干、喷码、包装的工艺流程进行饮料的生产。其中，小麦胚性干细胞添加量为3g/100mL、人参粉的添加量为0.5g/100mL、咖啡粉的添加量为1g/100mL、葡萄糖的添加量为8g/100mL、牛磺酸的添加量为0.5g/100mL、脱脂奶粉的添加量为4g/100mL、植脂末的添加量为3g/100mL、维生素C的添加量为0.2g/100mL。[0114] 按照上述的添加量及生产工艺，生产一种含有小麦胚性干细胞的功能性饮品，并进行相关动物实验。[0115] 购买6周龄的SPF小鼠(雄)20只，自由采食饮水，在（23±1）℃和相对湿度为（60±5）%的条件下预饲养1周，适应环境后进行实验。将20只SPF小鼠分成2组(每组10只)，禁食4小时后，空白对照组给予注射用水5mL/kg体重，试验组给予含有小麦胚性干细胞的饮料5mL/kg体重，分别经口灌服。[0116] 经口灌服后1小时后，使小鼠进行游泳实验。将小鼠放入装满20℃水的水槽中（420×260×200mm），向其中送入空气使水面泛起波纹，使小鼠负重相当于小鼠平均体重10%的重物，以游泳开始至小鼠头部沉入水面下7秒钟为止，记录下时间即为小鼠游泳时间。[0117] 表3小鼠游泳实验结果[0118][0119] 与空白对照组比较，▲p＜0.05,▲▲p＜0.01[0120] 由表3可知小麦胚性干细胞的功能性饮品的实验组与空白组相比，显著延长的小鼠游泳时间，说明小麦胚性干细胞的功能性饮品有抗疲劳、提高体能的作用。[0121] 进一步的，上述杂粮代餐还可以是：利用实施例2中得到的含有小麦胚芽生物活性肽的小麦胚性干细胞，与燕麦粉、黑芝麻粉、黄豆粉、莲子粉进行混合，得到一种新的组合物，其中小麦胚性干细胞粉的量为50%、燕麦粉的量为20%、黑芝麻粉的量为15%、黄豆粉的量为5%、莲子粉的量为10%，按照上述的组合方式组成一种杂粮代餐粉，加水后进行食用。[0122] 或者利用实施例3中得到的含有小麦胚芽生物活性肽的小麦胚性干细胞，与燕麦粉、黑芝麻粉、黄豆粉、莲子粉进行混合，得到一种新的组合物，其中小麦胚性干细胞粉的量为30%、燕麦粉的量为30%、黑芝麻粉的量为5%、黄豆粉的量为15%、莲子粉的量为20%，按照上述的组合方式组成一种杂粮代餐粉，加水后进行食用。[0123] 应用例3[0124] 利用实施例3中得到的小麦胚性干细胞，塔格糖，维生素C等混合均匀调配，然后按照过滤、均质、杀菌、灌装、二次杀菌、冷却、吹干、喷码、包装的工艺流程进行饮料的生产。其中，小麦胚性干细胞添加量为4g/100mL、塔格糖的添加量为1g/100mL、维生素C的添加量为0.4g/100mL。[0125] 按照上述的添加量及生产工艺，生产一种含有小麦胚性干细胞的功能性饮品，并进行相关动物实验。[0126] 小麦胚性干细胞饮品缓解急性和慢性运动性疲劳的作用研究实验：实验分组及剂量：108只雄性昆明小鼠（6 8周龄，体重20±2g，SPF级），购自郑州市惠济区华兴实验~动物养殖场。小鼠的饲养环境保持在相对湿度50±10%，相对温度25±2℃的条件。通风良好，12:12小时明暗交替，饲养期间小鼠自主饮食（许可证号：SCXK（Yu）20190002）。适应性饲养一周，随后将小鼠随机分成两个实验组，每个实验组包含三个小组，具体分组及实验处理如下表4所示。[0127] 表4运动性疲劳小鼠的分组与处理[0128][0129] 实验一组游泳力竭至死和力竭游泳实验：[0130] 游泳力竭至死实验：在实验组一的三个小组中各随机选取8只小鼠。这些老鼠被放置在游泳箱中，在没有负重的情况下游泳，在游泳的过程中小鼠10s不浮出水面，然后捞出小鼠给予灌胃处理，灌胃30min后，将小鼠置于游泳箱中不负重游泳直至力竭死亡，记录游泳时间。[0131] 力竭游泳实验：实验组一的其余十只小鼠置于同样的游泳箱中，在游泳的过程中小鼠10s不浮出水面，将其捞出后进行灌胃，30min后让其再次游泳，在游泳的过程中小鼠10s不浮出水面，将其捞出并记录时间。[0132] 实验二组负重力竭游泳实验：[0133] 除空白对照组外，其余各组小鼠在灌胃处理30min后，采取0.5h的强制游泳训练。灌胃25d后，各组小鼠在末次给药30min后进行负重力竭游泳试验。将重量为5%小鼠体重的铁丝固定在小鼠尾部，然后将小鼠轻轻放入塑料游泳箱中，使其不能用脚触碰盒子底部来支撑身体。水箱水深30cm，水温（27±1）℃。老鼠在水箱里自由地游泳，当它们在水下10s，但不能浮出水面用鼻子呼吸时，即被认为已经达到了精疲力竭的状态，立即将它们捞出，这段时间即为负重力竭游泳时间。[0134] 样品采集与制备：实验结束后，随即摘眼球取血，并将血液在室温条件下静置2h,将离心机参数设置为4℃，3000rpm/min，离心5min后取上清并将其保存于?80℃冰箱。快速解剖取出肝、肌肉，用已灭菌的预冷生理盐水清洗后称重、分装，置于?80℃冰箱中保存。[0135] 疲劳相关生化指标分析：BUN、LDH、AST、ALT、LG和MG含量按照试剂盒说明书进行测定。[0136] 抗氧化相关生化指标分析：以1:9（W:V）的比例加入肝脏/肌肉组织和预冷生理盐水，用剪刀将其剪碎，再用匀浆机将其研磨充分，所有操作均在冰上进行。将离心机参数设置为4℃，8000rpm/min，离心10min后取上清用于后续SOD、GSH和MDA含量的测定。SOD含量测定参照Stewert法。GSH含量测定参照NaKajima等人的方法。MDA含量测定参照TBA法。[0137] 实验结果：[0138] WESC对小鼠急性力竭游泳至死时间的影响：[0139] 力竭性急性游泳实验可以评价运动中的疲劳程度，客观地反映身体的体能。此外，该实验已被广泛应用于动物模型中，以反映抗疲劳作用。较长的游泳时间可以反映增强的耐力和降低易感性的疲劳。[0140] WESC对小鼠游泳急性力竭至死时间的影响如图5，在实验一组中，与灌胃前的游泳时间相比，NG组小鼠灌胃后的游泳时间缩短11.2分钟，WESC组小鼠灌胃后的游泳时间延长82.1分钟，PG组小鼠灌胃后的游泳时间延长59.3分钟。与NG组相比，WESC组和PG组小鼠的游泳时间均显著延长（p<0.05）。同时，WESC组小鼠的游泳时间显著高PG组（p<0.05）。[0141] WESC对小鼠慢性负重力竭游泳时间的影响[0142] WESC对小鼠的慢性负重力竭游泳时间的影响如图6所示。WESC?H组小鼠游泳时间（28.53±0.41）min显著高于PG组（17±0.31）min。可见，WESC能显著增强小鼠的运动能力，抵抗生理疲劳。[0143] WESC对小鼠急性氧化应激参数的影响[0144] 氧化应激与慢性疲劳和疲劳相关疾病有关。过度运动产生过多的活性氧，导致与氧化应激有关的肌肉收缩受损和组织受损。SOD和GPX是酶促抗氧化防御系统的主要成分，通过减少自由基来减弱过度氧化应激引起的损伤。MDA是脂质过氧化的指标，脂质过氧化是多不饱和脂肪酸在膜内自由基作用下的降解产物。因此，细胞氧化应激的程度可以通过体内MDA的水平来反映。本实验通过测定SOD活性、GSH和MDA水平来评价WESC的抗氧化能力。[0145] WESC对小鼠肝脏和骨骼肌中氧化应激参数的影响如表5、6所示。在实验一组中（表5），与NG组相比，WESC组和PG组小鼠肝脏中的SOD活性均显著升高（p<0.05），分别升高48.84%和48.84%。与NG组相比，WESC和PG组小鼠的GSH含量均显著升高（p<0.05），分别升高61.68%和63.39%。此外，与NG组相比，WESC组和PG组小鼠的MDA含量均显著降低（p<0.05），分别降低82.39%和53.41%。与NG组相比，WESC组和PG组小鼠肌肉中的SOD活性均显著升高（p<0.05），分别升高81.2%和78.63。与NG组相比，WESC组和PG组小鼠的GSH含量均显著升高（p<0.05），分别升高58%和58.98%。与NG组相比，WESC组和PG组小鼠的MDA含量均显著降低（p<0.05），分别降低77.98%和78.17%。[0146] 表5实验一组的小鼠肝脏和骨骼肌中SOD活性、GSH和MDA含量[0147][0148] 实验二组通过测定SOD活性、GSH和MDA含量来评价WESC的抗氧化能力。结果如表6所示。WESC三个剂量组的肝脏和骨骼肌中MDA水平显著降低（p<0.05）。同时，补充WESC使肝脏和骨骼肌的SOD和GSH含量分别提高了19%和40%以上（p<0.05）。实验结果表明，WESC能够提高抗氧化酶活性，减轻疲劳引起的氧化应激。[0149] 表6实验二组WESC对小鼠肝脏和骨骼肌中SOD活性、GSH和MDA含量的影响[0150][0151] 本实验说明无论是急性疲劳和慢性疲劳，WESC干预，在肝脏和骨骼肌中测定的SOD、GSH和MDA三项抗氧化指标中，WESC均能够显著降低MDA含量，显著提高SOD和GSH水平，表明WESC能防止脂质氧化，增强抗氧化酶活性，使机体更好地维持氧化与抗氧化系统的平衡。[0152] 进一步可以显而易见的预测的，上述含有小麦胚性干细胞的功能性饮品，还可以是：利用实施例2中得到的含有小麦胚芽生物活性肽的小麦胚性干细胞，与人参粉、咖啡粉、葡萄糖、牛磺酸、等混合均匀后，进行调配，然后按照过滤、均质、杀菌、灌装、二次杀菌、冷却、吹干、喷码、包装的工艺流程进行饮料的生产。其中，小麦胚性干细胞添加量为5g/100mL、人参粉的添加量为0.8g/100mL、咖啡粉的添加量为0.5g/100mL、葡萄糖的添加量为6g/100mL、牛磺酸的添加量为0.5g/100mL、脱脂奶粉的添加量为5g/100mL、植脂末的添加量为2g/100mL、维生素C的添加量为0.3g/100mL。[0153] 以上所述仅为本发明的较佳实施例而已，并不用以限制本发明，凡在本发明的精神和原则之内，所作的任何修改、等同替换、改进等，均应包含在本发明的保护范围之内。

专利地区：海南

专利申请日期：2024-08-15

专利公开日期：2024-11-22

专利公告号：CN118638714B